Сопоставление психологических и физиологических проявлений с биоэлементами и морфологическими с биокинетическими: выработка белков памяти (S-100) или участков биологически активных веществ в формировании условных рефлексов. Доказано, что если ввести вазопроессии, то условные рефлексы вырабатываются быстрее (вазопрессии – нейро-гормон, вырабатываемый в гипоталамусе). Морфологические изменения структуры нейрона: голый нейрон при рождении и с денуритами у взрослого человека.

Лабораторное занятие №1

Тема: Методы экстирпации и подсадки

Цель: Знакомство с методами экстирпации и подсадки паращитовидных желез. Моделирование гипо- и гипрепаратиреоза.

Оборудование: лабораторные животные (5 крыс), электрокоагулятор, пинцет, ножницы, скальпель, йод, иглы для зашивания кожи, шовный материал, операционный столик, эфир для наркоза, воронка.

Ход работы

Работа 1. Моделирование дефицита паратиреоидных гормонов у крыс.

Дефицит паратгормонов создается удалением обеих паращитовидных желез при помощи аппарата эклетрохирургичесоко высокочастотного ЭХ-30. Принцип работы прибора заключается в следующем: за счет тока высокой частоты происходит быстрое нагревание тканей и испарение содержимого клеток. Аппарат работает в 2 режимах: «резание» и «коагуляция». Удаление желез происходит в режиме коагуляцией тонким электродом d примерно равен размерам ОЩЖ. Для коагуляции желез достаточно соприкосновение в течение 1-1,5 с. В режиме резания железы можно экстилировать. Преимущества коагуляции по сравнению с экстилацией ОЩЖ заключается в том, что исключается кровопотеря и не повреждается ткань щитовидной железы. Послеоперационный период 2 недели.

Работа 2. Моделирование избытка паратиреоидных гормонов у крыс.

Для моделирования гиперпаратиреоза использовали метод трансплантации ОЩЖ. Сущность метода заключается в трансплантации крысам-реципиентам под кожу шеи 3-х пар ОЩЖ от 3-х крыс доноров. Крысы-доноры должны быть примерно одного веса с крысой-реципиентом.

Донорам под эфирным наркозом делают разрез кожи в области передней плотности шеи длиной 2-3 см, следовательно тупым способом раздвигают мышцы, делаю доступными ОЩЖ. В этом состоянии крысу-донора помещают под воронку, продолжая давать эфирный наркоз. Животное-реципиента перед операцией фиксировали на спинке на хирургическом столике, также как и у крыс-доноров производили разрез кожи длиной 2-3 см в области передней плотности шеи. Затем ? скальпелем делали в подкожной клетчатке 6 неглубоких надрезов, которые служили своего рода ячейками для трансплантируемых ОЩЖ. Затем у 3-х крыс-доноров быстро отсекали ОЩЖ и помещали их в подготовленные разрезы у крысы-реципиента. Разрез кожи репициента зашивали хирургическим шелком и обрабатывали йодом. В последующие дни производили ревизию операционной раны. Полное заживление раны наблюдалось через 7-8 дней. Трансплантационные ОЩЖ хорошо приживаются. Данная модель убытка парат. гормонов позволяет обеспечить круглосуточное увеличение его в крови за счет естественного парат. гормона.

Задание для самостоятельной работы.

Пронаблюдать за состоянием оперированных животных вплоть до полного заживления раны и повторного их взятия в эксперимент.

Спустя 2 недели определить у оперированных животных уровень общего кальция, косвенно свидетельствующего о функциональной активности ОЩЖ и с-клеток щитовидной железы, а также уровня 11-ОКС, изменяющейся как в ответ на стрессорное хирургического воздействие, так и в ответ на нарушение функции ОЩЖ (точнее на нарушение гомеостаза кальция).

Лабораторное занятие №2

Работа 1. Двусторонняя овариоэктомия.

Для изучения электрогенов в адаптационно-приспособительной деятельности организма, самок крыс подвергали двусторонней овариоэктомии. Операция выполняется в соответствии с рекомендациями, изложенного в руководстве Бунока, 1968.

Животных наркотизировали эфиром и фиксировали на операционном столе в положении на спине. Шерсть на брюшке от грудины до лобковой области выстригали и кожу обработали спиртом. Скальпелем, осторожно, чтобы не повредить кишечник делали продольный разрез длиной 4-5 см по вредней линии живота. Найдя правый или левый рог матки, исследуя далее по нему по яйцеводу, находим яичник. Накалываем лигатуру на верхнюю часть яйцевода и связку, поддерживающую яичник, после чело обрезали его ножницами. Аналогично удалили и второй яичник. После этого мышцы и конец ушивали и шов обрабатывали 5% йодной настойкой.

После операции животных помещали в чистую клетку, в течение первых 4-5 дней проводили ежедневную обработку раны дезинфицирующими средствами. Заживление раны происходило за 8-10 дней.

Работа 1. Односторонняя адреналэктомия.

Для моделирования дефицита эндогенных глюкокортикоидов животных подвергании АЭ (адреналэктомии).

Оперативное удаление одного надпочечника производили по метотдике, представленной в руководстве Кабак Я.М. Операцию проводили под эфирным наркозом. Крысу фиксировали на операционном столе в положении на животе. Слева от позвоночника выстригали шерсть и обрабатывали операционное поле йодом. Разрез кожи и мышцы производили на расстоянии 1 см. слева от позвоночника, отступая на 1,5 см. книзу от реберной дуги. Далее небольшой мышечный разрез расширяли крючками. Надпочечник вместе с окружающей его жировой тканью и соединительнотканным тяжом захватывали анатомическим пинцетом и удаляли. Операционную рану послойно ушивали.

В послеоперационный период каждую рану ежедневно обрабатывали антисептическими средствами. Заживление происходило через 5-7 дней.

Вывод: Оварио- и адреналэктомия одновременно привели к резкому снижению адаптивных возможностей животных в связи с нарушениями гормнального баланса (гипофункция надпочечников привела к гипокартицизму и гипоэстрагении) и его гибели на 9 сутки после операции.

Лабораторное занятие №3

Тема: Методы введения фармацевтических препаратов лабораторным животным . Тестирующие методы.

Цель: Ознакомиться с методическими приемами и способами введения фармацевтических препаратов и различного рода пероральных и парэнтеральных нагрузок лабораторным животным.

Оборудование: шприцы для перорального, внутримышечного и перэнтерального введения, лекарственные вещества или водной нагрузки, 2 воронки с колпаками, 2 пробирки для сбора мочи (мирные), 2 пеленки, раствор петуитрина (содержит антидиуретический гормон – вадопресин), физиологический раствор, дистиллированная вода.

Ход работы

Работа 1. Влияние водной и гиперсоматической нагрузки на диурез. Влияние антидиуретического гормона на диурез.

Крыс взвесить и записать массу тела. Затем дать крысам водную нагрузку методом перорального введения. Для этого крысу подвесить в штатив «мягко», запеленать, в шприц, соединенный с зондом, набрать теплую воду (37оС) из расчета 5% от массы тела. Держа крысу вертикально вводят зонд в рот, и осторожно продвигают его в желудок до упора, после чего постепенно выдавливают из шприца воду. Затем одной крысе вводят петуитрин из расчета 20 мл на 100 г. массы тела. После этого обеих крыс помещают в воронки и в течение 1 часа собирают мочу. Петуитрин вводится внутримышечно. С этой целью корцнгом берут за кожу головы и держат одной рукой одновременно и корцанг, и хвост крысы, стараясь, чтобы крыса касалась всеми 4 лапами поверхности стола и ее размеры соответствовали физиологическим размерам. Второй рукой производится инъекция в бедро (мышцы) при этом задняя лапка удерживается вместе с хвостом.

Вывод: Без петуитрина: 1,2 мл, с петуитрином 0,7 мл, т.е. петуитрин способствует задержке воды в организме.

Метод парентерального введения. Используется, когда введенные вещества должны как можно быстрее попасть в общий кровоток, и в том случае, когда объем вводимых препаратов превышает дозы, допустимые для внутримышечного введения. При парентеральном способе введения объем может достигать 5 см3. Парентерально предпочтительнее вводить масленые растворы лекарственных веществ.

При парентеральном способе введения животное держат вниз головой, нельзя позволять животному резко двигаться в согнутом положении. С этой целью животное корцангом фиксируют за голову, а руками за хвост. С помощью анатомического пинцета или небольшого зажима Кохера оттягивают стенку брюшной полости, при этом органы брюшной полости опускаются вниз, затем делаю прокол брюшной стенки, фиксирую 2 прокола: 1 через кожу, 2 через мышечную стенку брюшины. После этого лекарство вводиться в брюшную полость. Свидетельством правильного введения лекарственного препарата в брюшную полость является отсутствие осложнений в области брюшной полости и активное состояние животного после инъекции при условии введения не наркотических веществ. При одном проколе введение будет подкожные.

Лабораторное занятие №4

Тема: Методы биологического тестирования.

Цель: Ознакомиться с методами биологического тестирования функциональной активности гипоталамо-гипофизарно-надпочечниковой системы.

Оборудование: гипофиз крысы-реципиента, гипоталамус крысы-реципиента, крыса-донор, реактивы, необходимые для приготовления экстракта гипофиза и гипоталамуса, корнцанг, зажим Кохера, шприц для внутривенного введения, ножницы, гепарин, пробирки для сбора крови, штатив, торсионные весы, водная баня, термометр, эфир для наркоза.

Ход работы

Работа 1. Определение содержания кортикотропина в гипофизе.

Перспективность метода заключается в определении  прироста объема 11-ОКС в плазме крови крыс-реципиентов. После введения им тестируемых экстрактов гипофиза. Для определения содержания кортикотрпина предварительно строится колебательная кривая.

Техника определения: гипофиз взвешивали на торзионных весах и помещали в бокс с безводным ацетоном на 10 суток. Затем гипофиз взвешивали и тщательно растирали в 100 млк ледяной уксусной кислоты. Палочку ополаскивали таким же количеством уксусной кислоты. После этого чашечку помещали на водяную баню и выпаривали при t 70оС в течение 30 минут. Полученный экстракт разводили в 2 мл бидистиллята и нейтрализировали 1 молярным NaHCO3, затем разбавляли до нужной массы раствором Кребса-Рингера, содержащим бикарбонат и глюкозу. При разведении гипофизарных экстрактов учитывали, что одной крысе-реципиенту надо ввести 100 мкг ацетонированного порошка.

Биологическое тестирование с целью определения содерджания кортикотропина в гипофизе предпочтительно проводить на крысах самцах. В сутки до опыта крысам подкожно вводили преднизаон из расчета 6 мг на 100 г массы тела. Указанная доза кортикостероида по принципу обратной связи блокирует гипофизарно-надпочечниковую систему крыс-реципиентов, прекращая эндогенную секрецию кортикотропина. Через сутки у крыс определяется уровень 11-ОКС в плазме крови. Необходимое количество гипофизарного экстракта вводили внутривенно и через 1 час повторно определяли уровень 11-ОКС после введения крысам-реципиентам тестируемых экстрактов гипофиза. Пользуясь кривой «логарифм доул-эффект» устанавливали содержание кортикотропина в гипофизе опытной крысы в мед/ 100 мгм ткань.

Лабораторное занятие №5

Тема: Биохимические методы в физиологии.

Занятие 1. Определение 11-ОКС в плазме крови.

Цель: определить изменение объема 11-ОКС в плазме крови после воздействия оперативного вмешательства физиологического эксперимента.

Методика: 1. У животного взять 1-1,5 мл крови (из хвостовой вены или бедренной вены);

2. Кровь отцентрифугировать в течение 10 мин при 2000 об/мин;

3. Отделить плазму от форменных элементов и перенести ее в пробирку с притертой пробкой. Плазмы должно быть 1 мл или довести до этого количества бидистиллятом.

4. В пробирку добавить 6 мл гексана, встряхивать в течение 20 с. При этом у плазмы удаляется холестерин. Удалить отработанный гексан с помощью водоструйного насоса.

5. Добавить хлороформа 10 мл, встряхивать в течение 1 мин. При этом кортикостероиды растворяются в хлороформе. Оставшуюся фракцию плазмы удалить насосом.

6. Экстракт промыть 0,1 М раствором NaOH, добавляя по 1 мл. Встряхиваем 1 мин и удаляем водоструйным насосом.

7. 1 мл воды бидистиллируем, а дальше встряхиваем 1 мин и удаляем водоструйным насосом.

8. После отобрать 8 мл экстракта и перенести в чистую сухую пробирку с притертой пробкой.

9. В экстракт добавить 6 мл смеси абсолютного спирта (этилового) с H2SO4, которая выдерживает пробу во Савамо. Соотношение спирта и кислоты 1:3 (3 спирта и 1 кислоты). Встряхивают в течение 1 мин и  оставляют на холоде в теплом месте в течение часа. При этом в смеси кислоты со спиртом растворяются кортикостероиды. После этого определяется объем 11-ОКС с помощью спектрофотометра «Квант».

Оборудование: двойной набор пробирок с притертой пробкой, штативы, центрифужные пробирки, водоструйный насос, 3 ппипетки по 1 мл, 2 пипетки на 10 мл, 1 пипетка на 6 мл.

Реактивы: бидистиллят, гексан, 0,1 раствор NaOH, хророформ, 100% этиловый спирт, H2SO4 по Савамо (100%).

Методы исследования эмоционального статуса у крыс

1. Тест открытого поля

Латентный период выхода из центрального квадрата, число пересеченных линий, вертикальных стоек, обследованных отверстий, умываний, дефекаций. По продолжительности латентного периода выхода из центрального квадрата и числу пересеченных линий судили о двигательной активности, по количеству вертикальных стоек и обследованных отверстий – об исследовательской деятельности, число умываний говорит об эмоциональном состоянии, а по количеству дефекаций судили о тревожности.

2. Многопараметрический метод определения тревожно-фобического статуса крыс

Цель: оценить комплексную характеристику индивидуального тревожно-фобического уровня животного.

Методика: исследование проводят в открытом поле при электрическом освещении 3000 люкс в фиксированное время.

Тест 1. Латентный период спуска с высоты. Данный тест используется для оценки интенсивного оборонительного поведения у крыс. Крысы помещаются на пенал из непрозрачного материала размером 20х14х14 см и отмечается время спуска с пенала, когда крыса коснется всеми 4 лапами поля.

Тест 2. Латентный период прохождения через отверстие. Крыса помещается в прозрачный пенал, разделенный поперек на 2 отсека с отверстием 7х10 см в перегородке. Действие считается выполненным, когда крыса перелезает во 2 отсек двумя лапами. При наличии колебаний при выполнении действия, заглядывания в отверстие или начатый, но не завершенный перенос оценки на 0,5 балле.

Тест 3. Время выхода из домика. Животное помещается в домик из прозрачного плексигласа 16х15х12 см и выход на 15 мин закрывается заслонкой. Отчет времени начинается с момента открытия выхода. В тестах 1-3 крысу из экспериментальной обстановки возвращали не ранее, чем через 20 мин после выполнения соответствующего действия или по истечению времени тестирования (180 с) в случае невыполнения действия. Интервалы между тестами не менее 15 мин.

Тест 4. Выход из центра открытого поля. Этот тест позволяет выявить реакции страха, связанные со снижением двигательной активности. Тестирование начинали с помещения крысы в центр поля и с этого момента фиксировали время, за которое животное посещало 4 центральных квадрата.

По тестам 1-4 оценки выставлялись в соответствии со  шкалой:

Тест 5. Пячение. Оценка функционирования реакции пячения спонтанно и при резкой смене освещенности в обстановке открытого поля. Через 180 с после момента помещения животного в поле освещенности резко меняли: выключали яркий свет и включали простую лампу на 60 с, затем восстанавливали освещенность. За 300 с наблюдения определяли измеренное расстояние в квадратах, на которое пятилось животное. Отсутствие изменений 0 баллов, на полквадрата – 1 б, до 2 квадрата – 2 б, более 2 квадратов – 3 б.

Тест 6. Пячение-2. Попытка экспериментатора взять животное на руки. Оценивается также.

Тест 7. Реакция вокализации.

Тест 8. Реакция затаивания. Животное замирает в напряженной позе на выпрямленных лапах или, прижимаясь к полу, иногда с прижатыми ушами и закрытыми глазами.

Тест 9. Прижатие ушей.

Тесты 6-9 осуществляют путем постепенного приближения руки экспериментатора со стороны морды так, чтобы крыса видела руку. Приближение руки к животному осуществляется 2-3 раза подряд. Оценка:

0 б. – реакция отсутствует

1 б. – реакция при поглаживании

2 б. – реакция при приближении руки

3б. – реакция сохраняется после удаления руки

При наличии спонтанных реакций по тестам 7-9 за каждый добавляли по 3 баллам дополнительно. Далее высчитывали суммарную оценку по всем тестам, по которой судили об общем уровне тревожности (интегральный показатель тревожности ИПТ).

Вывод по глюкозе: после построения калибровочной кривой (определяют которую по 10 стандартным размерам) было получено, что у экспериментального животного в крови содержалось 42 ммом (л глюкоза).

Исследование физиологических механизмов поведения животных – наиболее интенсивно развивающаяся область знаний, которая в нашей стране традиционно именуется физиологией высшей нервной деятельности. Интерес к этой науке в последние десятилетия существенно возрос прежде всего в связи с потребно­стями технического моделирования систем и процессов мозга, объединенных в понятие искусственного интеллекта. Естественно, что и сама наука о мозговых механизмах поведения и психики обогатилась кибернетическими идеями, сформировались новые направления исследований – бионика, нейрокибернетика и др.

Страницы: 1, 2, 3, 4, 5, 6, 7